Application of a nano-antimicrobial film to prevent ventilator-associated pneumonia: A pilot study

W. Li1, X. Ma1, Y. Peng1, J. Cao1, W. T. Y. Loo2,3,4*, L. Hao5, M. N. B. Cheung4, L. W. C. Chow4 and L. J. Jin3

1 ICU, Shenzhen People’s Hospital, Second Clinical Teaching Medical Centre, Medical College of Jinan University.

2School of Chinese Medicine, University of Hong Kong.

3 Faculty of Dentistry, University of Hong Kong, Hong Kong.

4 UNIMED Medical Institute and Organisation for Oncology and Translational Research Hong Kong.            5State Key Laboratory for Oral Diseases and Department of Prosthodontics, West China Hospital of Stomatology,

Sichuan University, PR China.

Accepted 3 February, 2011

Ventilator-associated pneumonia (VAP) is one of the most common hospital-associated infections and has accounted for approximately 15% of all hospital-associated infections. In 76% of the VAP cases, the same  bacteria  colonize  the  oral  cavity  and  lungs. Oral  care  interventions  may  play  a  role  in  the prevention of VAP, yet more than half of the hospitals do not have specific policies for the oral care of intubated patients. Oral cavity interlinks with respiratory tracts and digestive tracts. After surgery has been  performed  in these areas,  aerobic and  anaerobic bacteria frequently  induce operative wound infections in teeth, gingiva and supporting tissues of the teeth and tonsils. This study investigates the effects of a nanotechnology antimicrobial spray (JUC) on the incidence of VAP. 320 patients diagnosed with  VAP  were  randomly  divided  into  treatment  and  control  groups.  After  using  chlorhexidine mouthrinse, the treatment group used a nanotechnology antimicrobial spray to the nose and mouth. The control group was given normal saline. The incidence rate of VAP was significantly lower in the treatment (8.38%) than control group (54.24%) (p<0.01). A physical antimicrobial film is formed on the surface of oral and nasal mucosa after using the JUC spray which effectively reduces the microbial colonization in the sprayed areas, thus reducing and delaying the incidence of VAP.

Key  words:  Ventilator-associated  pneumonia,  oral  care,   nanotechnology  antimicrobial  spray,  bacterial colonization.

INTRODUCTION

Ventilator-associated pneumonia (VAP) is one of the most common hospital-associated infections and has accoun- ted  for  approximately  15%  of  all  hospital-associated infections. It has been the second most common hospital- associated infection following its occurrence in the urinary tract, for which the  mortality  ranges  from  1  to 4%.  The

*Corresponding  author:  E-mail:  tyloo@hku.hk. Tel:  852-9074- 9468. Fax: 852-2861-1386.

Abbreviations:  VAP,  Ventilator-associated  pneumonia;  WBC, white    blood    cell;    CFU,    colony    formation    unit;    BAL, bronchoalveolar   lavage;   CPIS,   clinical   pulmonary   infection score; ICU, intensive care unit.

mortality  rate for  VAP which  is  defined  as  pneumonia occurring more than  48 h  after  endotracheal  intubation and initiation of mechanical ventilation, ranges from 24 to 50%  and  can  reach  76%  in  some  specific settings  or when  lung  infection  is  caused  by  high-risk  pathogens (U.S. Department Of Health And Human Services Public Health Service Centers for Disease Control, 1997; Haley et al., 1981; Centers for Disease Control and Prevention, 2000;    National    Nosocomial    Infections    Surveillance (NNIS) System , 1999; Bell et al., 1983; Celis et al., 1988; Chastre et al., 1998; Chevret et al., 1993; Craven et al., 1986; Craven and Steger, 1996; Cross and Roup, 1981; Delclaux et al.,  1997;  Fagon et al.,  1989;  Haley et al., 1981; Langer et al., 1989; Markowicz et al., 2000; Rello et al., 1993; Rello et al., 1997; Torres et al., 1990; Vincent

Li et al.         1927

et   al.,   1995).  VAP   is  the  most  common  infectious complication among patients admitted to intensive care units (ICUs) and accounts for up to 47% of all infections among ICU patients (Charitos et al., 2009; Leroy et al., 2001).  ICU  patients  are  at  high  risk  of  infection  with Staphylococcus  aureus, whereas  Haemophilus  influenzae and   Streptococcus  pneumoniae   usually   dominate   in postsurgical  trauma  patients.  VAP  prolongs  ICU’s  stay and increases treatment costs as well as the risk of death in critically ill patients (Carolyn et al., 2007; Chevret et al., 1993; Vincent et al., 1995). In 76% of the VAP cases, the same bacteria colonize the oral cavity and lungs (Chastre and Fagon, 2002; Doré et al., 1996). Oral care interven- tions may play a role in the prevention of VAP, yet more than half of the hospitals do not have specific policies for the oral care of intubated patients (Carolyn et al., 2007; Doré et al., 1996; Marra et al., 2009). Oral cavity inter- links  with  respiratory  tracts  and  digestive  tracts.  After surgery has been performed in these areas, aerobic and anaerobic  bacteria  frequently  induce  operative  wound infections in teeth, gingiva and supporting tissues of the teeth, tonsils, etc.  (Salam et al., 2001; Senpuku et al., 2002; 2006). These infected areas generally offer bene- ficial environment, i.e. suitable temperature and humidity for bacterial proliferation leading to frequent infections.

In  general,  infections  are  commonly  found  in  oral cancer  patients  after  surgical  excision  of  the  tumor (Senpuku et al., 2003; Senpuku et al., 2006; Tada and Tanzawa, 2002; Tada et al., 2002; Zeng et al., 2008). This could be due to exposure of wounds during and after the operation.   Patients,  who  received  oral  surgery  often appear to have complications relating to bacterial infec- tions. Colonization of pathogenic bacteria in oral cavity is thought   to   increase  the   risk   of   infections  such   as pneumonia  and  bacteremia  (Costerton  and Greenberg, 1999; Gosney et al., 1999). Therefore, it is of high impor- tance to prevent bacteria from entering the lungs orally or nasally.

Currently,  the  systemic  applications  of   antibacterial drugs have shown better results in curing diseases than local  application, which  may  induce drug-resistant  bac- teria  in  the  particular  area  (Belusic-Gobic  et  al.,  2007; Cloke et al., 2004). A nanotechnology antimicrobial spray, JUC, physical antimicrobial dressing was applied to some affected areas of oral cancer patients after surgery and proved to  be  a  new physical  antimicrobial  method that does not  have the tendency to lead to drug  resistance (Zeng et al., 2008).

In this study, JUC spray was applied to the oral  and nasal cavities of intubated patients in ICU to compare the incidence of VAP with conventional oral care.

MATERIALS AND METHODS

Actions and the quality control of JUC

The antimicrobial effect  and quality of JUC spray were monitored and controlled by  NMS  Technologies  Company  ( Nanjing,  China).

W hen water-soluble liquid of JUC was sprayed on skin surfaces or mucosal areas, it immediately solidifies and forms an invisible anti- microbial layer with dual overlapping structure; the bonded film and the positive charge film. The bonded film  is composed of  macro- molecular agents, securely boned to the body surface by means of chemical  bonds.  This  bonded  film  has  a  long  acting  effect  to prevent microbial growth. The positive charge film is composed of cationic  activators to form a reticulate film with positive charge of the skin surface or mucosal area. The positive film strongly absorbs the pathogenic microorganism with a negative charge, such as bac- teria,   fungi,   and   viruses.   If   the   pathogenic   microorganisms’ respiratory enzyme on which they rely for existence is out of action, they will die due to a lack of oxygen supply (Zeng et al., 2008).

This spray had been tested by Food & Drug Analytical Services Limited   (Approval   no:   9083481,   USA)   against   Acinetobacter baumanii on a range of surfaces. JUC had passed all the tests on floor, metal handle, perspex, plastic handle and steel surfaces. Also, JUC  had  been  tested  by  the  University  of  New  Brunswick  (CE approval No:  153038905) on the zeta potential and hydrodynamic size  of  the  dress  sample.  JUC  demonstrated  high  zeta-potential values over a broad range of pH and the hydrodynamic size of the sample was 2.57nm in 0.5% aqueous solution.

Selection of subjects

From January 2009 to March 2010, 320 ICU patients requiring mec- hanical ventilation were recruited from Shenzhen People’s Hospital. Each  patient  was  numbered  and  those  of  odd  numbers  were assigned to the treatment group ( 167 cases) and even- numbered were the control group ( 153 cases). Patients satisfying the following conditions were excluded: Under 18 years of age, history of using mechanical  ventilation,  pregnancy  or  lactating,  pneumonia,  bron- chiectasis,   hemoptysis,   pulmonary   cyst   or   pulmonary   fibrosis (Munro et al., 2009). Both treatment and control groups had teeth, oral mucosa, tongue and palate cleansed by chlorohexidine mouth- rinse every 8  h, 3 times daily for  5 days. Suction of 0.2 bar was used to withdraw mouthrinse from patients’ mouth. The treatment group  was   sprayed  with  JUC   spray   orally   and   nasally   after mouthrinse.  The  studied  protocols  were  approved  by  the  Ethics Committee of Shenzhen People’s Hospital.

Sample Collection

Tracheal secretion together with oral, nasal and throat swabs of the patients were collected every 4 h for 5 days for bacterial culture and identification after 24 h of  intubation.  Deep sputum samples were collected by protected specimen brush under bronchoscopy.

Criteria for diagnosis of VAP

The   diagnosis   of   VAP   must   include   persistent   radiographic infiltration over 48 h, temperature over 38.5°C, total white blood cell (WBC)  count  之10× 109/L    and  colony  formation  unit  (CFU)  test results  over  103cfu/ml  on  protected  specimen  brush  or  broncho- alveolar  lavage  (BAL)  fluid  over   104cfu/ml  ( Elie  et  al.,  2006). According to the onset time, there are two clinical types of VAP, the early and late-onset VAP. The early-onset VAP is pneumonia that occurred within 48-96 h after intubation and mechanical ventilation while the late-onset VAP occurred more than 96 h after mechanical ventilation (Qinhua and Lixian, 2004).

Statistical analysis

The SPSS 11.0 software package was used to collect  and  analyze

1928       Afr. J. Biotechnol.

Table 1. General information of 320 patients (±s).

Table 2. Incidence of early-onset VAP patients.

Table 3. Pathogens found in pharynx oralis (strains).

A, Klebsiella pneumonia; B, Pseudomonas aeruginosa; C, Acinetobacter; D, Pseudomonas maltophilia; E , Escherichia coli; F, Enterobacter cloacae; G, Streptococcus pneumonia; H , Staphylococcus aureus; I, total number of VAP caused bacteria; J, Candida tropicalis; K,     Candida albicans.              *Significant difference between both groups at P<0 .01; **significant difference between the treatment group and the control group at P<0 .01.

the clinical data expressed  as ±SD. The Q-test  in  analysis  of variance was used to compare data between two groups. The t test in paired design was  used to compare data collected  at different time points within the groups. The rank test was used to compare the rate and constituent ratio of VAP.

RESULTS AND DISCUSSION

General information of patients

There were no significant differences in age, gender, rea- sons for  ICU  admission,  acute  physiology  and chronic health evaluation (APACHE) II, clinical pulmonary infec- tion score (CPIS) or days of admission to ICU between both groups prior to recruitment for this study (Table I).

Incidence of VAP

VAP  occurred  in  14  patients  (8.38%)  of  the  treatment group  and  83  patients  (54.24%)  of  the  control  group. Statistically, significant difference (p<0.01) was observed between the two groups (Table 2). Early-onset VAP was observed in 2 patients (14.29%) of the treatment group and 42 patients (50.60%) of the control group with signifi- cant difference (p<0.01) (Table 2).

Bacterial culture

10 types of pathogens were collected from 320 patients.

324  strains were  isolated  in the control  group  and 37 strains in the treatment group. The isolated strains were mainly  composed  of  Gram  negative  bacteria  including Klebsiella  pneumoniae,  Pseudomonas  aeruginosa  and Acinetobacter. There were significant difference (p<0.01) between the two groups (Table 3).

Deep sputum culture

10 types of pathogens were cultured in 320 patients. 268 strains were isolated in the control group and 33 strains in the treatment group. The sputum cultures were mainly composed of  Klebsiella pneumoniae and pseudomonas aeruginosa with significant difference  (p<0.01)  between the groups (Table 4).

Bacterial colonization rate

There was statistically significant difference (p<0.01) bet- ween two groups for endotracheal colonization less than 96 h, while no difference was observed for over 96 h. The opposite is applied to  oropharyngeal  colonization  as  no

Li et al.         1929

Table 4. Pathogens found in deep phlegm (strains).

A,  Klebsiella pneumonia; B,  Pseudomonas  aeruginosa; C, Acinetobacter;  D,  Pseudomonas maltophilia;  E,  Escherichia coli;  F ,  Enterobacter cloacae; G , Streptococcus pneumonia; H, Staphylococcus aureus; I , total number of VAP caused bacteria; J, Candida tropicalis; K ,      Candida albicans.

*Significant difference between both groups at P<0 .01; **significant difference between the treatment group and the control group at P<0 .01.

Table 5. The rate of bacterial colonization in trachea and pharynx oralis between the two groups.

statistically significant difference exists between the two groups under 96  h,  but there was significant difference (p<0.01) over 96 h (Table 5).

VAP  is  defined  as  pneumonia  in  patients  receiving mechanical ventilation and it is also a leading cause of sepsis  with  acute  respiratory  failure  and  a  significant contributor to morbidity and mortality in intensive care unit patients (Leroy et al., 2001; Tejerina et al., 2010). During 1992 to 2004, NNIS report reveals a median rate of VAP associated with mechanical ventilation to be 2.2 to 14.7 cases  per  1000  patients  per  day  in  adult  ICUs.  The estimated mortality rate is between 20 and 70% (Cuellar et al., 2004).

VAP can be categorized into:

Early-onset VAP (EOP) occurs during the first 4 days of trachea cannula and artificial  airway establishment and accounts for 50% of VAP, most often caused by phary- ngeal    parasitic   bacterium    (such   as    Streptococcus pneumoniae,  Haemophilus  influenzae,  Staphylococcus aureus).

Late-onset VAP occurs at least 5 days after intubation and is most often caused by gram negative bacterium (for example, Enterobacter, Acinetobacter, and Pseudomonas aeruginosa)  (Badia  and  Torres,  2008;  Niederman  and Craven, 2005; Diaz et al., 2009; Medford et al., 2009).

There is a wide range of bacteria in the mouth, nose and pharynx , including various potential pathogenic bac- teria. The barriers of these areas plus lower respiratory tract  of  patients  receiving  mechanical  ventilation  are directly destroyed. Transient pressure decreased by air sac,  change  in  posture  or  airway  diameter  cause  the secretion to pass to the lower respiratory tract through the gap  between  endotracheal wall  and catheter  (Marra et

al., 2009).

Contemporary  oral  hygiene  for  ICU  patients  mainly uses normal saline or chlorhexidine mouth rinse to clean the oral cavity but they have no or short term disinfection effect. Antibiotic solution may increase the risk of resis- tance for pathogenic bacteria and is not  recommended (D íaz  et  al.,  2010).  Many  international  scholars  are exploring effective oral  hygiene methods to  reduce the incidence of VAP (Gastmeier and Geffers, 2007; Heyland et al., 2002; Keenan et al., 2002; Livingston, 2000). JUC Spray Dressing can provide the antimicrobial effect for 8 h and produces no drug  resistance,  providing an inno- vative solution to prevent the incidence of VAP.

The mechanism of JUC in reducing the incidence rate of VAP by killing and inhibiting pathogenic microorganism by  electrostatic  force.  JUC  spray  has  little  irritation  to mucous membrane and does not cause drug resistance after long term usage.

In this study, it was found that patients who had JUC spray applied to oral and nasal cavities had lower inci- dence  rates of  VAP, the  proportion  of  early-onset  VAP and  bacterial colonization  in trachea,  mouth,  nose  and pharyngeal portion was compared to the control group. JUC is a safe and effective physical antimicrobial spray dressing for mouth, nose and pharyngeal cavity. Although there was  no  significant  difference  in  the  incidence  of bacterial colonization in mouth, nose, pharyngeal cavity and trachea between the two groups of early-onset VAP (<96h), the colonization rate of early onset VAP (<96h) in the treatment group was lower than that  in the control group.

JUC is a physical antimicrobial agent that can replace contemporary disinfectants for oral care and alleviate the setback of clinical drug resistance. It is a new method for preventing the incidence of VAP safely and effectively.

1930       Afr. J. Biotechnol.

ACKNOWLEDGEMENTS

We would like to thank JUC-NMS Technologies Company Nanjing, China, for providing nanotechnology antimicro- bial  spray  (JUC)  in  this  pilot  clinical  study.  We  also appreciate Miss Wei Li, the chief of critical care nursing group at ICU of Shenzhen People's Hospital for sacrifice in the observation of patients and data entry.

REFERENCES

Badia  JR,  Torres   A   (2008) .  Ventilator-Associated   Pneumonia.   In: Mechanical  Ventilation   (First   Edition).   P   Peter  J,   Md,   Fccm,   L Burkhard,  PhD , A  Editorial.  Philadelphia: W .B.  Saunders,  pp . 645-

649.

Bell  RCCJ,  Smith  JD,  Johanson  WG  (1983).  Multiple  organ  system failure and infection in adult respiratory distress syndrome. Ann Int . Med. 99: 293-298 .

Belusic-Gobic  MCM,  J uretic  M,  Cerovic  R,  Gobic  D,  Golubovic  V (2007) .  Risk factors  for  wound  infection  after  oral  cancer  surgery. Oral O ncol . 43: 77-81.

Carolyn L, Cason TT , Sue Saunders (2007) . Nurses' Implementation of guidelines for ventilator-associated  Pneumonia from the centers for disease control and prevention. 16: 28-37 .

Celis  RTA, Gatell JM,  Almela  M,  Rodriguez-Roisin  R,  Agusti-Vidal A (1988) .  Nosocomial  pneumonia. A  multivariate analysis  of  risk  and prognosis. C hest. 93: 318-324.

Charitos T , van der Gaag LC, Visscher S, Schurink KAM,  Lucas  PJF (2009) .  A  dynamic   Bayesian   network  for  diagnosing  ventilator- associated  pneumonia  in  ICU  patients.  Expert  Syst.  Applications , 36(2, Part 1) : 1249- 1258.

Chastre J,  Fagon J  (2002).  Ventilator-associated  pneumonia.  Am.  J. Respir . Crit. Care Med . 165: 867-903 .

Chastre  JTJ,  Vuagnat  A,  Joly-Guillou  ML ,  Clavier  H,  Dombret  MC, Gibert  C  ( 1998) .  Nosocomial  pneumonia  in  patients  with  acute respiratory distress syndrome. Am. J. Respir. Crit. Care, 157: 1165-

1172.

Chevret SHM, Carlet J, Langer M ( 1993) . Incidence and risk factors of pneumonia   acquired   in   intensive   care   units.   Results   from   a multicenter prospective study on 996 patients. European Cooperative Group on Nosocomial Pneumonia. Intensive Care Med. 19: 256-264.

Cloke  DJGJ,  Khan AL ,  Hodgkinson  PD  (2004) .  Mc Lean  NR .  Factors influencing  the  development  of  wound  infection  following  free-flap reconstruction for intra-oral cancer. Br . J. Plast Surg. 57: 556-560 .

Costerton JWSP, Greenberg EP (1999). Bacterial biofilms: a common cause of persistent infections. Science, 284: 1318-1322.

Craven  DE  KL,  Kilinsky  V,  Lichtenberg  DA ,  Make  BJ ,  McCabe  WR

(1986) . Risk factors for pneumonia and fatality in patients receiving continuous  mechanical ventilation. Am. Rev. Respir. Dis.  133: 792- 796.

Craven  DE,  Steger  K  (1996). Nosocomial  pneumonia in  mechanically ventilated adult patients: epidemiology and prevention in 1996 . Semin Respir . Infect . 1 1: 32-53.

Cross AS,  Roup  B  ( 1981).  Role  of  respiratory  assistance  devices  in endemic nosocomial pneumonia. Am. J. Med. 70: 681-685 .

Cuellar Ponce de Leon L, Rosales R, Rosenthal VD (2004). Prospective Study  To   Evaluate   Mechanical  Ventilator-Associated   Pneumonia Rate   in   Intensive   Care   U nits   in   a   Peruvian   Public   Hospital: Benchmark with  NNIS  American  Rates.  Am. J.  Infect.  Control,  32:

E114-E115.

D íaz  LA,  Llauradó  M,  Rello  J,  Restrepo  MI  (2010).  Prevención  no farmacológica  de  la  neumonía  asociada  a  ventilación  mecánica. Archivos de Bronconeumología, 46: 188- 195.

Delclaux CRE, Blot F , Brochard L, Lemaire F, Brun-Buisson C (1997). Lower respiratory tract colonization and infection during severe acute respiratory  distress  syndrome:  incidence  and  diagnosis.  Am.  J . Respir . Crit. Care Med . 156: 1092- 1098.

Diaz  E,  Ulldemolins  M,  Lisboa  T ,  Rello  J  (2009) .  Management  of Ventilator-Associated  Pneumonia.  Infect .  Dis.  Clin .  North  Am.  23:

521-533 .

Doré  PRR,  Grollier  G,  Rouffineau  J,  Lanquetot   H,  C harrière  JM, Fauchère JL (1996). Incidence of anaerobes in ventilator-associated pneumonia with use of a protected specimen brush. Am. J. Respir . Crit. Care Med. 153: 1292-1298.

Elie A, Jean-Francois T, Muriel T (2006). Candida Colonization of the Respiratory    Tract    and    Subsequent    Pseudomonas    Ventilator- Associated Pneumonia. C hest . 129: 110-117 .

Fagon JYCJ, Domart Y, Trouillet JL, Pierre J, Darne C, Gibert C ( 1989). Nosocomial pneumonia in patients receiving continuous  mechanical ventilation.   Prospective  analysis   of  52  episodes  with   use  of   a protected specimen  brush  and quantitative culture techniques. Am. Rev. Respir. Dis. 139: 877-884.

Gastmeier  P,  Geffers  C  (2007) .  Prevention  of  ventilator-associated pneumonia:  analysis  of  studies  published  since  2004 .  J.  Hospital Infect. 67: 1-8.

Gosney MAPA, Corkhill J, Millns  B,  Martin  MV  (1999).  Pseudomonas aeruginosa septicaemia from an oral source. Br . Dent. J. 187: 639-

640.

Haley RWHT , Culver DH , Stanley RC, Emori TG, Hardison CD, Quade D,  Shachtman  RH,  Schaberg  DR,  Shah  BV  ( 1981).  Nosocomial infections   in   US   hospitals,   1975- 1976:   estimated   frequency   by selected characteristics of patients. Am. J. Med . 70: 947-959.

Qinhua He, lixian He (2004) . Progress of Study in Preventing Ventilator- Associated  Pneumonia.  Foreign  Medicine,  Fascicule of  Respiratory System. 6: 122- 124.

Heyland  DK,  Cook  DJ,  Dodek  PM  (2002).  Prevention  of  ventilator- associated pneumonia: Current practice in Canadian intensive care units. J. Crit. Care, 17: 161-167.

Keenan  SP,   Heyland   DK,  Jacka   MJ,   Cook   D,   Dodek   P   (2002). Ventilator-associated pneumonia: Prevention, diagnosis, and therapy. Crit. Care Clin . 18: 107- 125.

Langer  M  MP,  Cigada  M,  Mandelli  M  ( 1989).  Long-term  respiratory support and risk of pneumonia in critically ill patients. Intensive Care Unit Group of Infection Control. Am. Rev. Respir . Dis. 140: 302-305.

Leroy O, Sanders V, Girardie P, Devos P, Yazdanpanah Y, Georges H

(2001) . Mortality due to ventilator-associated  pneumonia:  Impact of medical versus surgical ICU admittance status. J. Crit. Care, 16: 90- 97.

Livingston  DH  (2000).  Prevention  of  ventilator-associated  pneumonia. Am. J. Surg. 179(Sup 1): 12- 17 .

Markowicz PWM, Djedaini K, Cohen Y, C hastre J, Delclaux C, Merrer J, Herman B , Veber B, Fontaine A (2000). Multicenter prospective study of ventilator-associated pneumonia during acute respiratory distress syndrome. Incidence, prognosis, and risk factors. Am. J. Respir. Crit . Care Med . 161: 1942- 1948 .